Propagación in vitro de Solanum dolichosepalum (Solanaceae) / In vitro Propagation of Solanum dolichosepalum (Solanaceae)

Autores/as

  • Camilo Andrés Cárdenas Burgos Universidad Pedagógica y Tecnológica de Colombia

DOI:

https://doi.org/10.19053/01217488.v7.n2.2016.4122

Palabras clave:

Callo basal, Enraizamiento, Lulo, Micropropagación, Solanáceas silvestres

Resumen

Resumen

Se estableció un protocolo para micropropagación de Solanum dolichosepalum a partir de semillas desinfectadas con NaOCl y germinadas en MS/4. La multiplicación de microtallos se realizó por segmentos nodales, evaluando el efecto de la posición del segmento nodal, concentración de AIB y BA, concentración de sales MS en presencia de AIB, concentración de sales MS y sacarosa en presencia de carbón activado, diferentes medios de cultivo y concentración de carbón activado sobre la longitud total de microtallos, promedio de yemas neoformadas, porcentaje de microtallos con callo basal y porcentaje de microtallos enraizados. Después de 20 días de cultivo en MS/4 el 100% de las semillas cultivadas desarrollaron plántulas de apariencia normal. La multiplicación de microtallos fue exitosa en medio H con 20% de sacarosa suplementado con 0,02 mg/L de ANA y de BA, después de 30 días de subcultivo los microtallos desarrollados alcanzaron 4 cm de longitud, formaron 4 yemas axilares, el 3 % formó callo basal y el 100% presentó enraizamiento. La aclimatización de plántulas se realizó exitosamente en una mezcla de tierra, capote y arena (3:2:1). Este protocolo forma parte de un programa de producción de material injertado de lulo de castilla para establecimiento de huertos comerciales.

 

Abstract

A protocol for micropropagation of Solanum dolichosepalum was established from seeds disinfected with
NaOCl and germinated in MS/4. Multiplication of microshoots was performed by nodal segments evaluating the effect of the nodal segment position, BA and IBA concentrations, MS salts concentration in presence of AIB, MS salts and sucrose concentration in the presence of activated charcoal, different culture media, and activated charcoal concentration on the total length of microshoots, average of newly formed buds, percentage of microshoots with basal callus and percentage of rooted microshoots. After 20 days of culture in MS/4 100% of cultured seeds developed plantlets with normal appearance. Microshoots multiplication was successful in medium H with 2% sucrose supplemented with 0,02 mg L-1 NAA and BA; after 30 days of subculture, the developed microshoots reached 4 cm in length, formed four axillary buds, 3% formed basal callus and 100% developed roots. Plantlets acclimatization was successfully performed on a mixture of soil, mulch and sand (3:2:1). This protocol is part of a program to produce grafted material of “Lulo de Castilla” for establishment of commercial orchards.


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Referencias

S. Padulosi, P. Eyzaquirre, y T. Hodgkin. “Challenges and strategies in promoting conservation and use of neglected and underutilized crop species”. In. Perspectives on new crops and new uses. J. Janick, Ed. ASHS Press, Alexandria, U.S.A., 1999, pp. 140-145.

X. Scheldeman, W. Rojas, R. Valdivia, V. Peralta, E. Peralta y S. Padulosi. “retos y posibilidades del uso de especies olvidadas y subutilizadas en un desarrollo sostenible”. 2003; 8 pp.

O. Sepulveda, Z. Suárez, M. Patarroyo, L. Canaria, S. Bautista, “Estudio del comportamiento e impacto de la climatología sobre el cultivo de la papa y del paso en la región central de Boyacá empleando los sistemas dinámicos”. Ciencia en Desarrollo, vol. 6, n°. 2, pp. 215-224, 2015. DOI: https://doi.org/10.19053/01217488.3792

A. Lane. “Una introducción a los parientes silvestres de cultivos”. In R. D. Raymond. Parientes silvestres de cultivos. ©Bioversity International. Roma, Italia, 2006; pp. 1-2.

Barrios-Paternina, E. y J. Mercado-Gómez, “Plantas útiles del corregimiento Santa Inés y la vereda San Felipe (San Marcos, Sucre, Colombia)”. Ciencia en Desarrollo, vol. 5, n°. 2, pp. 131-144, 2014. DOI: https://doi.org/10.19053/01217488.3668

M.R. González y C.R. López. “Catálogo de las plantas vasculares de Ráquira (Boyacá), flora andina en un enclave seco de Colombia”. Colombia Forestal, vol. 15, n°. 1, pp. 55-103. 2012. DOI: https://doi.org/10.14483/udistrital.jour.colomb.for.2012.1.a02

M.F. Restrepo, L. Álvarez, J.H. Gallego. “Solanaceae”. En: Centro de Investigaciones y Desarrollo Científico Universidad de Caldas, Banco de la República Ed. Uso popular de las plantas medicinales en tres zonas de Caldas: Manizales, Riosucio y Viterbo. (En offset). 1990, 270 pp.

M. Arango, J.G. Bueno, G. Isaza, J.E. Pérez, L.F. Álvarez, E.J. Osorio, A.J. Rincón, y A.C. Duque “Efectos antibacterianos y antimicóticos de Alternathera williamsii, Solanum dolichosepalum, Baccharis trinervis, Tabebuia chrysantha y Phenax rugosus”. Biosalud, vol. 3, pp. 49-55. 2004.

S.B. Pimentel y M.E. Reynolds. “Candidiasis Vaginal”. Rev Paceña Med Fam, vol. 4, no. 6, pp. 121-127. Junio, 2007.

J.E. Pérez, G. Isaza, J.G. Bueno, M.C. Arango, B.L. Hincapié, A.M. Nieto y D.P. Londoño. “Efecto de los extractos de Phenax rugosus, Tabebuia chrysantha, Alternantera williamsi y Solanum dolichosepalum sobre el leucograma y la producción de anticuerpos en ratas”. Rev. Med. Risaralda, vol. 10, no. 2, pp. 13-21. Noviembre, 2004.

M.A. Ocampo, Z.C. López, C.J. Pérez y G. Mejía. “Actividad antifúngica de los extractos acuosos de Baccharis trinervis, Baccharis latifolia y Solanum dolichosepalum”. Biosalud, vol. 5, pp. 51-59. Octubre, 2006.

Manejo fitosanitario del cultivo del lulo (Solanum quitoense Lam)- Medidas para la temporada invernal. Instituto Colombiano Agropecuario-ICA. Produmedios, Bogotá D.C. Colombia 2011.

H. Hartamann, D. Kester, D. Davies y R. Geneve. 1992. “Plant propagation principles and practices. 8° Edición. Mexico 1992.

“Producción comercial de lulo (Solanum quitoense Lam.) injertado sobre el patrón de friegaplatos (Solanum torvum)”. Fundación Hondureña de Investigación Agrícola - FHIA. La Lima, Cortés. Hoja técnica No. 7, 2pp. Noviembre, 2009.

D.P. Viteri, C.W. Vásquez, F.J. León, W. Viera, M. Posso, A.M. Hinojosa, J. Revelo y J. Ochoa. “Naranjilla de jugo mejorada (Solanum quitoense Lam.) injertada en patrones de solanáceas silvestres resistentes a Fusarium oxysporum y Meloidogyne incognita.” Instituto Nacional de investigaciones agropecuarias. Estación experimental Santa Catlina, Quito, Ecuador. Boletín divulgativo No. 354. Junio, 2009.

M.S. Mitidieri, M.V. Brambilla, M. Piris, E. Piris y L. Maldonado. “El uso de portainjertos resistentes en cultivo de tomate bajo cubierta: resultados sobre la sanidad y el rendimiento del cultivo”. INTA Centro Regional Buenos Aires Norte, Buenos Aires, Argentina. Disponible en: http://www.biblioteca.org.ar/libros/210791.pdf

Q. M. Arizala, P.A. Monsalvo, G.C. Betancourth, G.C. Salazar y B.T. Lagos. “Evaluación de solanáceas silvestres como patrones de lulo (Solanum quitoense Lam) y su reacción a Fusarium Sp.” Revista de Ciencias Agrícolas, vol, 28 no. 1, pp. 147-160. 2011.

A. Pina. “Caracterización fisiológica y bioquímica de las respuestas que intervienen en la incompatibilidad de injerto en albaricoquero (Prunus armeniaca L.)”. Tesis Doctoral. Centro de Investigación y Tecnología Agroalimentaria de Aragón (CITA). Zaragoza. 2006.

D.L. Criollo “Evaluación de dos técnicas para la microinjertación de Babaco (Vasconcella heibornii cv. Pentagona) y Chihualcan (Vasconcella heibornii cv. crysopetala) en patrones de papaya (Carica papaya) bajo condiciones de laboratorio”. Trabajo fin de carrera Ingeniería en Biotecnología Departamento de Ciencias de la Vida. Escuela Politécnica del Ejército, Santa Catalina-INIAP., Sangolquí-Ecuador. 2008.

M.J. Bolívar y A.D. Tovar. “Micropropagación, selección y ensayos preliminares in vitro de tolerancia a salinidad y toxicidad por aluminio de materiales de mora (Rubus glaucus B.) y lulo (Solanum quitoense L.) cultivados en los altiplanos de Boyacá”. Tesis de Pregrado. Escuela de Biología Facultad de Ciencias. Universidad Pedagógica y Tecnológica de Colombia-UPTC, Tunja, Boyacá. 2001.

T. Murashige y F. Skoog, “Arevised médium for rapid growth and bioassays for tobacco tissue culture”. Physiol Plant, vol. 15, pp. 473-497. Abril, 1962. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x

O.L. Gamborg, R.A. Miller y K. Ojima, “Nutrient requirements of suspension cultures of soybean root cells”. Exp Cell Res, vol. 50, pp. 151-158. Junio, 1968. DOI: https://doi.org/10.1016/0014-4827(68)90403-5

M. Singh y A.D. Krikorian. “White's standard nutrient solution”. Ann. Bot., vol. 47, pp. 133-139. Junio, 1981. DOI: https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.aob.a085988

G. Lloyd y McC. Brent. “Commercially feasible micropropagation of mountain laurel, Kalmia latifolia, by use of shoot-tip culture”. Proceedings International Plant Propagators´ Society, vol. 30, pp. 421-427. Octubre, 1980.

G. Hussey y N.J. Stacey. “In vitro propagation of potato (Solanum tuberosum L.)”. Ann. Bot. vol. 48, pp. 787 - 796. Marzo, 1981. DOI: https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.aob.a086186

R. Atkinson y R. Gardner. “Regeneration of transgenic tamarillo plants”. Plant Cell Rep., vol. 12, pp. 347-351. Enero, 1993. DOI: https://doi.org/10.1007/BF00237433

R. Hendrix, R. Litz y B. Kirchoff. “In vitro organogenesis and plant regeneration from leaves of Solanum candidum, S. quitoense (naranjilla) and S. sessiliflorum”. Plant Cell Tissue Organ Culture, vol. 11, pp. 67-73. Junio, 1987. DOI: https://doi.org/10.1007/BF00036577

Contreras y J. Almeida. “Micropropagación del tomatillo (Physalis ixocarpa L.)”. Rev. Fac. Farm., vol. 45, no. 1, pp. 61 - 64. Junio, 2003.

L. Rache y M.J. Pacheco. “Establecimiento de un protocolo de propagación de Physalis peruviana L. a partir de yemas axilares adultas”. Ciencia en Desarrollo, vol. 4, n° 1, pp. 78-85. 2012. DOI: https://doi.org/10.19053/01217488.477

W. Roca y L. Mroginski. “Cultivo de tejidos en la agricultura: Fundamentos y Aplicaciones”. CIAT (Centro Internacional de Agricultura Tropical). Ed Cali. Colombia. 1991.

S. Olmos, G. Luciani y E. Galdeano. “Parte V Métodos de propagación y conservación de germoplasma. Micropropagación”. In: Biotecnología y Mejoramiento Vegetal II. G. Levitus, V. Echenique, C. Rubinstein, E. Hopps y L. Mroginski. Ediciones Instituto Nacional de Tecnología Agropecuaria, Argentina. 2004 pp. 161-172.

D. Andrade-Díaz, M. Córdoba-Figueroa, H. Criollo-Escobar, y T. Lagos-Burbano. “Evaluación de medios de cultivo para propagación in vitro de semillas y explantes de especies silvestres de Solanum”. Acta Agronómica. vol. 62, no. 1. pp. 27-36. Septiembre, 2013.

C.C. Moreno. “Efecto de ácido giberélico (Ag3), nitrato de potasio (KNO3) y rizobacterias promotoras del crecimiento vegetal (PGPRs), sobre el desarrollo temprano de Solanum sessiliflorum (cocona)”. Tesis de pregrado. Programa de Biología Aplicada Facultad de Ciencias Básicas Universidad Militar Nueva Granada. Bogotá D.C., Colombia. 2012.

O.M. Suárez-Cardoso, E.T. Naranjo-Gómez, L. Atehortúa-Garcés, y S. Blair-T. “Organogénesis directa in vitro a partir de hojas de la planta Antiplasmodial Solanum nudum Dunal”. Revista Colombiana de Biotecnología, vol. 3 no. 2, pp. 186-192. Noviembre 2011.

W. Cárdenas, M. L. Zuluaga y M. Lobo. “Latencia en semillas de lulo (Solanum quitoense Lam.) y tomate de árbol (Cyphomandra betacea (Solanum betaceum) Cav. Sendt) como aspecto básico para la conservación y el monitoreo de viabilidad de las colecciones”. Plant Genet. Res. Newsl. Vol. 139 pp.31-41. Junio, 2004.

G. del C. Rivero- Maldonado, M. del C. Ramirez-Villalobos y S. León de Sierralta. “Tipo de explante en el establecimiento in vitro del guanábano (Annona muricata L.)” Rev. fac. Agron. vol. 18, pp. 258-265, Julio, 2001.

D.T. Nhut, J.A. Teixeira da silva y C.R. Aswath. “The importance of the explant on regeneration in thin cell layer technology”. In Vitro Cell. Dev. Biol.—Plant vol. 39. pp. 266–276, Junio, 2003. DOI: https://doi.org/10.1079/IVP2002408

M. Pirela y N. Mogollón. “In vitro clonal propagation of guava (Psidium guajava L.) cv. Mara-7 from stem shoots of cv. Mara-7”. Acta Horticulturae vol. 452 pp. 47-52. Junio, 1996. DOI: https://doi.org/10.17660/ActaHortic.1997.452.7

Puddephat, P. Alderson y N. Wright. "Influence of explant source, plant growth regulators and culture environment on culture initiation and establishment of Quercus robur L. in vitro". J. Exp. Bot.,vol. 48, pp. 951-962. Noviembre, 1997. DOI: https://doi.org/10.1093/jxb/48.4.951

P. Dublin. “Multiplicación vegetativa de café, hevea y cacao.” In: Cultivo de tejidos en la Agricultura: Fundamentos y aplicaciones. W. Roca y L. Mroginski, Ed. Centro Internacional de Agricultura Tropical- CIAT. Cali, Colombia. 1991, 969 pp.

G. A. Medina. “Conocimiento tradicional y cultivo in vitro de Cuatomate (Solanum glaucescens Zucc)”. Tesis Maestría en Ciencias. Colegio de postgraduados- Institución de Enseñanza e Investigación en Ciencias Agrarias. Puebla, México. 2011.

P. Robledo y C. Carrillo “Regeneración in vitro de plantas de Chile (Capsicum annuum L.) mediante cultivo de cotiledones e hipocótilos”. Rev. Fitotec. Mex., vol. 27, pp.121-126. Junio, 2004.

R. Chacón-Cerdas, D. Flores-Mora, L. Alvarado-Marchena, A. Schmidt-Durán y C. Alvarado-Ulloa. “Cultivo in vitro del tomate de árbol (Cyphomandra betacea (Cav.) Sendt. (Fenotipo naranja) proveniente de Costa Rica”. Tecnología en Marcha, pp. 45-55. Junio, 2014. Disponible en: <http://revistas.tec.ac.cr/index.php/tec_marcha/article/view/2014> doi:http://dx.doi.org/10.18845/tm.v27i0.2014. DOI: https://doi.org/10.18845/tm.v27i0.2014

A. O'Connor-Sánchez, A. Domínguez-May, M. Keb-Llanes, Y. Peña-Ramírez y V. Herrera-Valencia. “Regeneración de plantas de Mullein Nightshade (Solanum donianum Walp.) a partir de explantes de hoja”. Phyton (B. Aires), vol. 79, no. 1, pp. 25-29. Junio, 2010. DOI: https://doi.org/10.32604/phyton.2010.79.025

M.J. Apraez, D.J. Romo y T. C. Lagos. “Regeneración de plantas de tomate de árbol (Cyphomandra betacea Cav. Sendt.) mediante organogénesis inducida a partir de callos”. Revista de Ciencias Agrícolas, vol. 29, no. 2, pp. 108-115, Noviembre, 2012.

E.F. George, M.A. Hall y G.J. Klerk. Plant Propagation by Tissue Culture. Springer, Basingstoke, UK. 2008. DOI: https://doi.org/10.1007/978-1-4020-5005-3

P. Rosati, G. Marion y C. Swierczwski. “In vitro propagation of Japanese plum (Prunus salicina Lindi. cv. calita)”. J Amer Soc Hort Sci. vol. 105, pp. 126-29. Noviembre, 1980.

O. Theander y D.A. Nelson D.A. Aqueous, high temperature transformation of carbohydrates relative to utilization of biomass. Adv Carbohydr Chem Biochem, vol. 46, pp. 273-326. Junio, 1988. DOI: https://doi.org/10.1016/S0065-2318(08)60169-9

J.B. Teixeria, M.R. Sondahl y E.G. Kirby. “Somatic embryogenesis from immature inflorescences of oil palm”. Plant Cell Rep. vol. 13, pp. 247-250. Febrero, 1994. DOI: https://doi.org/10.1007/BF00233313

H.R. Owen, D. Wengerd y A. R. Miller. “Culture medium pH is influenced by basal medium, carbohydrate source, gelling agent, activated charcoal, and medium storage method.” Plant Cell Rep., vol. 10, pp.583-586. Diciembre, 1991. DOI: https://doi.org/10.1007/BF00232516

E. Dumas y O. Monteuuis. “In vitro rooting of micropropagated shoots from juvenile and mature Pinus pinaster explants—influence of activated charcoal”. Plant Cell Tissue Organ Cult., vol. 40, pp. 231-235. Marzo, 1995. DOI: https://doi.org/10.1007/BF00048128

M. Borges y Y. Sosa. “Efectos de la adición de diferentes concentraciones de carbón activado sobre la multiplicación in vitro de ñame”. Biotecnología Vegetal. Vol. 8, no. 2, pp. 87-90. Junio, 2008.

B. Assy-Bah y F. Engelmann. “Medium-term conservation of mature embryos of coconut”. Plant Cell Tissue Organ Cult. vol. 33, no.3, pp. 19-24. Abril, 1993. DOI: https://doi.org/10.1007/BF01997593

V. Dos Santos. “Regeneraçao in vitro de embrioes de Cocos nucifera L”. Tesis de Maestría en Ciencias. Piracicaba, Sao Paulo, Brasil. 2002.

Z. Lentini, J. Ruiz, V. Segovia, E. Tabares, F. Hincapie, F. “Propagación in vitro y regeneración de plantas de lulo (Solanum quitoense) y su uso como clones élites por agricultores”. Centro Internacional de Agricultura Tropical (CIAT), Cali. 2004.

A.D. Krikorian. “Medios de cultivo: Generalidades, composición y preparación” in Cultivo de tejidos en la Agricultura: Fundamentos y aplicaciones, W. Roca y L. Mroginski Ed. Centro Internacional de Agricultura Tropical- CIAT. Cali, Colombia. 1991, 969 pp.

A.M. Duarte, K.M. Núñez, J.C. Pacheco y J.J. Martínez. Compuestos volátiles producidos in vitro por callos de Solanum quitoense Lam. (Solanaceae). Ciencia en Desarrollo, vol. 5, n°. 1, pp. 49-54. 2014. DOI: https://doi.org/10.19053/01217488.3231

F. López, N. Guío, G. Fischer y D. Mirando. “Propagación de uchuva (Physalis peruviana) mediante diferentes tipos de esquejes y sustratos”, Rev. Fac. Nal. Agr. Medellín, vol.61, no. 1, pp. 4347 4357. Junio, 2008.

D. Díaz, D. González, L. Rache y J. Pacheco. “Efecto citogenético de la colchicina sobre yemas vegetativas de Physalis peruviana L.”, Prospec. Cient. vol. 4, pp. 27-40. Noviembre, 2008.

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Publicado

2016-11-15

Cómo citar

Cárdenas Burgos, C. A. (2016). Propagación in vitro de Solanum dolichosepalum (Solanaceae) / In vitro Propagation of Solanum dolichosepalum (Solanaceae). Ciencia En Desarrollo, 7(2), 9–22. https://doi.org/10.19053/01217488.v7.n2.2016.4122

Número

Sección

Artículos de investigación / Research papers

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