Ir al menú de navegación principal Ir al contenido principal Ir al pie de página del sitio

Extracción de ADN bacteriano a partir de cuerpos de agua de uso agrícola

Resumen

Dentro del proceso agrícola se usan diferentes tipos de cuerpos de agua, por esto el conocimiento de la productividad del cultivo debe incluir el entendimiento del flujo del material microbiológico presente en las fuentes de agua usadas. La última aproximación metodológica pretende la identificación de comunidades bacterianas mediante el análisis de secuencias de ADN reveladas en muestras ambientales. Debido a la alta contaminación que pueden tener las muestras ambientales es importante llevar a cabo un proceso de extracción de ADN óptimo que permita realizar un posterior análisis molecular por métodos basados en PCR. Por esta razón, el objetivo del presente artículo es describir un protocolo químico de extracción de ADN bacteriano para cuerpos de agua usados en la actividad agrícola local, que sea sencillo, eficiente y rápido de aplicar, para obtener ADN de calidad. A partir de muestras de agua obtenidas del lago de Tota (Boyacá, Colombia), se extrajo ADN bacteriano mediante un protocolo químico modificado y comparado con un método estándar comercial. Como resultado se obtuvo ADN bacteriano con una concentración superior a 140 ng/ul y una pureza >1,7 A260/280, resultados similares a los obtenidos con el método estándar comercial con una concentración máxima de 45,94 ng/ul y una pureza superior a 1,8 A260/280. Los resultados sugieren que este protocolo de extracción de ADN es un método rápido y de bajo costo con el cual se obtiene ADN de elevada calidad y pureza que puede ser utilizado en cualquier análisis molecular.

Palabras clave

microbológico, contaminación, ADN bacteriano, agrícola

pdf xlm

Referencias

Bag, S., Saha, B., Mehta, O., Anbumani, D., Kumar, N., Dayal, M., . . . Das, B. (2016). An Improved Method for High Quality Metagenomics DNA Extraction from Human and Environmental Samples. Scientific Reports, 6, 26775-26775. http://dx.doi.org/10.1038/srep26775

Beckers, B., Op De Beeck, M., Thijs, S., Truyens, S., Weyens, N., Boerjan, W., & Vangronsveld, J. (2016). Performance of 16s rDNA Primer Pairs in the Study of Rhizosphere and Endosphere Bacterial Microbiomes in Metabarcoding Studies. Frontiers in Microbiology, 7, 650-650. http://dx.doi.org/10.3389/fmicb.2016.00650

Bohorquez, L. C., Delgado-Serrano, L., López, G., Osorio-Forero, C., Klepac-Ceraj, V., Kolter, R., . . . Zambrano, M. M. (2012). In-depth Characterization via Complementing Culture-Independent Approaches of the Microbial Community in an Acidic Hot Spring of the Colombian Andes. Microbial Ecology, 63(1), 103-115. http://dx.doi.org/10.1007/s00248-011-9943-3

Boon, E., Whidden, C., Langille, M. G. I., Beiko, R. G., Meehan, C. J., & Wong, D. H. J. (2014). Interactions in the Microbiome: Communities of Organisms and Communities of Genes. FEMS Microbiology Reviews, 38(1), 90-118. http://dx.doi.org/10.1111/1574-6976.12035


Causarano, H. J., Shaw, J. N., Franzluebbers, A. J., Reeves, D. W., Raper, R. L., Balkcom, K. S., . . . Izaurralde, R. C. (2007). Simulating Field-Scale Soil Organic Carbon Dynamics Using EPIC. Soil Science Societies of America Journal, 71(4), 1174-1185. http://dx.doi.org/10.2136/sssaj2006.0356

Chaffron, S., Rehrauer, H., Pernthaler, J., & Von Mering, C. J. G. r. (2010). A Global Network of Coexisting Microbes from Environmental and Whole-Genome Sequence Data. Genome Res., 20(7), 947-959.

Chaudhary, A., Kauser, I., Ray, A., & Poretsky, R. (2018). Taxon-Driven Functional Shifts Associated with Storm Flow in an Urban Stream Microbial Community. mSphere, 3(4), e00194-00118. http://dx.doi.org/10.1128/mSphere.00194-18

Delgado-Serrano, L., López, G., Bohorquez, L. C., Bustos, J. R., Rubiano, C., Osorio-Forero, C., . . . Zambrano, M. M. (2014). Neotropical Andes Hot Springs Harbor Diverse and Distinct Planktonic Microbial Communities. FEMS Microbiology Ecology, 89(1), 56-66. http://dx.doi.org/10.1111/1574-6941.12333 %J FEMS Microbiology Ecology

Fennell, D. E., Du, S., Liu, F., Liu, H., & Häggblom, M. M. (2011). Dehalogenation of Polychlorinated Dibenzo-p-Dioxins and Dibenzofurans, Polychlorinated Biphenyls, and Brominated Flame Retardants, and Potential as a Bioremediation Strategy. Pergamon Press.

Fuhrman, J. A. (2009). Microbial Community Structure and its Functional Implications. Nature, 459(7244), 193-199. http://dx.doi.org/10.1038/nature08058

George, I., Stenuit, B., Agathos, S., & Marco, D. (2010). Application of Metagenomics to Bioremediation. Metagenomics: Theory, Methods and Applications, 1, 119-140.

Gilbert, J. A., Jansson, J. K., & Knight, R. (2014). The Earth Microbiome Project: Successes and Aspirations. BMC Biology, 12(1), 69. http://dx.doi.org/10.1186/s12915-014-0069-1

Gilbert, J. A., Meyer, F., Field, D., Schriml, L. M., & Garrity, G. M. (2010). Metagenomics: A Foundling Finds Its Feet. Standards in Genomic Sciences, 3(2), 212-213. http://dx.doi.org/10.4056/sigs.1213842

Hassan, M., Essam, T., & Megahed, S. (2018). Illumina Sequencing and Assessment of New Cost-Efficient Protocol for Metagenomic-DNA Extraction from Environmental Water Samples. Brazilian Journal of Microbiology: [publication of the Brazilian Society for Microbiology], 49 Suppl 1(Suppl 1), 1-8. http://dx.doi.org/10.1016/j.bjm.2018.03.002

Hu, Y., Liu, Z., Yan, J., Qi, X., Li, J., Zhong, S., . . . Liu, Q. (2010). A Developed DNA Extraction Method for Different Soil Samples. Journal of Basic Microbiology, 50(4), 401-407.

Huang, Q., Briggs, B. R., Dong, H., Jiang, H., Wu, G., Edwardson, C., . . . Quake, S. (2014). Taxonomic and Functional Diversity Provides Insight into Microbial Pathways and Stress Responses in the Saline Qinghai Lake, China. PLoS ONE, 9(11), 1-10. http://dx.doi.org/10.1371/journal.pone.0111681

Jiménez, D. J., Andreote, F. D., Chaves, D., Montaña, J. S., Osorio-Forero, C., Junca, H., . . . Baena, S. (2012). Structural and Functional Insights from the Metagenome of an Acidic Hot Spring Microbial Planktonic Community in the Colombian Andes. PLoS ONE, 7(12), 1-15. http://dx.doi.org/10.1371/journal.pone.0052069

Jiménez, D. J., Montaña, J. S., Álvarez, D., & Baena, S. (2012). A Novel Cold Active Esterase Derived from Colombian High Andean Forest Soil Metagenome. World Journal of Microbiology and Biotechnology, 28(1), 361-370. http://dx.doi.org/10.1007/s11274-011-0828-x

Kathiravan, M. N., Gim, G. H., Ryu, J., Kim, P. I., Lee, C. W., & Kim, S. W. (2015). Enhanced Method for Microbial Community DNA Extraction and Purification from Agricultural Yellow Loess Soil. J Microbiol, 53(11), 767-775. http://dx.doi.org/10.1007/s12275-015-5454-0

Kiersztyn, B., Chróst, R., Kaliński, T., Siuda, W., Bukowska, A., Kowalczyk, G., & Grabowska, K. (2019). Structural and Functional Microbial Diversity Along A Eutrophication Gradient of Interconnected Lakes Undergoing Anthropopressure. Scientific Reports, 9(1), 11144-11144. http://dx.doi.org/10.1038/s41598-019-47577-8

Miao, T., Gao, S., Jiang, S., Kan, G., Liu, P., Wu, X., . . . Yao, S. (2014). A Method Suitable for DNA Extraction from Humus-Rich Soil. Biotechnology Letters, 36(11), 2223-2228.

Mouillot, D., Graham, N. A. J., Villéger, S., Mason, N. W. H., & Bellwood, D. R. (2013). A functional Approach Reveals Community Responses to Disturbances. Trends In Ecology & Evolution, 28(3), 167-177.

Pawlowski, J., Kelly-Quinn, M., Altermatt, F., Apothéloz-Perret-Gentil, L., Beja, P., Boggero, A., . . . Kahlert, M. (2018). The Futureof Biotic Indices in the Ecogenomic Era: Integrating (e)DNA Metabarcoding in Biological Assessment of Aquatic Ecosystems. Science of the Total Environment, 637-638, 1295-1310.
http://dx.doi.org/10.1016/j.scitotenv.2018.05.002
Payne, J. T., Millar, J. J., Jackson, C. R., & Ochs, C. A. (2017). Patterns of Variation in Diversity of the Mississippi River Microbiome over 1,300 Kilometers. PloS One, 12(3), e0174890-e0174890. http://dx.doi.org/10.1371/journal.pone.0174890

Peter, H., & Sommaruga, R. (2016). Shifts in Diversity and Function of Lake Bacterial Communities upon Glacier Retreat. The ISME Journal, 10(7), 1545-1554. http://dx.doi.org/10.1038/ismej.2015.245

Ranasinghe, C. P., Harding, R., & Hargreaves, M. (2015). An Improved Protocol for the Isolation of Total Genomic DNA from Labyrinthulomycetes. Biotechnology Letters, 37(3), 685-690.

Reed, H. E., & Martiny, J. B. H. (2013). Microbial Composition Affects the Functioning of Estuarine Sediments. The ISME Journal, 7(4), 868-868.

Röling, W. F. M., Van Breukelen, B. M., Bruggeman, F. J., & Westerhoff, H. V. (2007). Ecological Control Analysis: Being (S) in Control of Mass Flux and Metabolite Concentrations in Anaerobic Degradation Processes. Environmental Microbiology, 9(2), 500-511.

Sagar, K., Singh, S. P., Goutam, K. K., & Konwar, B. K. (2014). Assessment of Five Soil DNA Extraction Methods and a Rapid Laboratory-Developed Method for Quality Soil DNA Extraction for 16S rDNA-Based Amplification and Library Construction. Journal of Microbiological Methods, 97, 68-73.

Schmidt, J. E., Kent, A. D., Brisson, V. L., & Gaudin, A. C. M. (2019). Agricultural Management and Plant Selection Interactively Affect Rhizosphere Microbial Community Structure and Nitrogen Cycling. Microbiome, 7(1), 146. http://dx.doi.org/10.1186/s40168-019-0756-9

Venter, J. C., Remington, K., Heidelberg, J. F., Halpern, A. L., Rusch, D., Eisen, J. A., . . . Nelson, W. (2004). Environmental Genome Shotgun Sequencing of the Sargasso Sea. Science, 304(5667), 66-74.

Zelaya-Molina, L. X., Ortega, M. A., & Dorrance, A. E. (2011). Easy and Efficient Protocol for Oomycete DNA Extraction Suitable for Population Genetic Analysis. Biotechnology Letters, 33(4), 715-720.

Descargas

Los datos de descargas todavía no están disponibles.