Ir al menú de navegación principal Ir al contenido principal Ir al pie de página del sitio

Vol. 11 Núm. 2 (2017)

Sección de hortalizas

En búsqueda de una alternativa de manejo del camanduleo de la papa ocasionada por <i>Spongospora subterranea</i>

https://doi.org/10.17584/rcch.2017v11i2.6150

Publicado 2018-01-06

  • Paula Mesa
    • ,
  • Celsa García
    • ,
  • Alba Marina Cotes

Paula Mesa
Facultad de Ciencias Agrarias, Universidad Nacional de Colombia, Bogotá

Celsa García
Facultad de Ciencias Agrarias, Universidad Nacional de Colombia, Bogotá

Alba Marina Cotes
Centro de Investigación Tibaitatá, Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria (Corpoica), Mosquera

Camanduleo de la papa ocasionada por Spongospora subterranea. Izqu.: planta con agallas inmaduras; Centro: plantas con agallas maduras; Der.: plantas sanas tratadas con Quitosán. Fotos: P. Mesa

Resumen

Entre las principales problemáticas que se presentan en la producción de papa se encuentra Spongospora subterranea (Wallr.) Lagerheim f. sp. subterranea, agente causal de la sarna polvosa y camanduleo, enfermedades que afectan los tubérculos, las raíces, que no cuentan con prácticas de manejo efectivas. Con el fin de generar una alternativa de manejo se evaluó el efecto en la reducción del camanduleo de microorganismos potencialmente biocontroladores de los géneros Trichoderma spp., Pseudomonas sp., Bacillus sp. y Streptomyces spp. Así mismo, se evaluó el biocarbón, la quitina y el quitosán, aditivos orgánicos que han demostrado actividad de control en otros patosistemas. Inicialmente, se estableció un ensayo para obtener el desarrollo de agallas en dos ambientes diferentes (Mosquera y Subachoque, Cundinamarca) y dos concentraciones de inóculo del protozoo. La evaluación se realizó 8 semanas después de la siembra (SDS), midiendo la severidad expresada como número de agallas por planta. Dado el consistente desarrollo de la enfermedad, se decidió establecer los ensayos en el Municipio de Subachoque, usando suelo naturalmente infestado con 1×103 esporosoros/gde suelo. Al aplicar los biocontroladores, se observó disminución (P>0,05) en el desarrollo de agallas con la mayoría de los microorganismos, siendo Streptomyces misionensis Ac006 el que más redujo la enfermedad en un 51,41%. Por otra parte, entre los aditivos evaluados, fue el quitosán al 0,5% con el que se obtuvo una mayor reducción (P≤0,05) en el número de agallas 62,58%. Estos resultados permiten sugerir el uso de estos tratamientos para el manejo del camanduleo de la papa.

Palabras clave

Fitopatógeno biotrófico, protozoo, enfermedad, agallas, biocontroladores, aditivos orgánicos.

PDF

Referencias

  • Anand, S. y J. Reddy. 2009. Biocontrol potential of Trichoderma sp. against plant pathogen. Int. J. Agric. Sci. 1(2), 30-39. Doi: https://doi.org/10.9735/0975-3710.1.2.30-39
  • Andres, Y., L. Giraud, C. Gerente y L. Cloirec. 2010. Antibacterial effects of chitosan powder: mechanisms of action. Environ. Techn. 28(12), 1356-1363. Doi: https://doi.org/10.1080/09593332808618893
  • Balendres, M., R. Tegg y C. Wilson. 2016. Key events in pathogenesis of Spongospora diseases in potato: a review. Australas. Plant Pathol. 45(3), 229-240. Doi: https://doi.org/10.1007/s13313-016-0398-3
  • Bastidas, L. 2010. Determinación de la capacidad biocontroladora de Pseudomonas spp. contra Spongospora subterranea f. sp. subterranea en el cultivo de papa. Tesis de maestría. Facultad de Ciencias, Universidad Nacional de Colombia, Bogotá, Colombia.
  • Beauséjour, J., N. Clermont y C. Beaulieu. 2003. Effect of Streptomyces melanosporofaciens strain EF-76 and of chitosan on common scab of potato. Plant Soil 256(2), 463-468. Doi: https://doi.org/10.1023/A:1026177714855
  • Beltrán, C. y E. Garcés. 2011. Selección de aislamientos de Trichoderma spp. con potencial biocontrolador de Rhizoctonia solani Kühn en papa bajo condiciones de casa de malla. Acta Biol. Colomb. 10(1), 82-83.
  • Brierley, J., L. Sullivan, S. Wale, A. Hilton, D. Kiezebrink y A. Lees. 2013. Relationship between Spongospora subterranea f. sp.subterranea soil inoculum level, host resistance and powdery scab on potato tubers in the field. Plant Pathol. 62(2), 413-420. Doi: https://doi.org/10.1111/j.1365-3059.2012.02649.x
  • Caviedes, D. 2010. Aislamiento y selección de Pseudomonas sp. y Bacillus sp., promotoras del crecimiento vegetal en cultivo de uchuva (Physalis peruviana L.) con actividad antagónica frente a Fusarium oxysporum. Trabajo de grado en Microbiología industrial. Pontificia Universidad Javeriana, Bogotá, Colombia.
  • Chirkov, S., A. Il’ina, N. Surgucheva, E. Letunova, Y. Varitsev, N. Tatarinova y V. Varlamov. 2001. Effect of chitosan on systemic viral infection and some defense responses in potato plants. Russ. J. Plant Physiol. 48(6), 774-779. Doi: https://doi.org/10.1023/A:1012508625017
  • Chung, W., R. Wu, C. Hsu, H. Huang y J. Huang. 2011. Application of antagonistic rhizobacteria for control of Fusarium seedling blight and basal rot of lily. Aust. Plant Pathol. 40(3), 269-276. Doi: https://doi.org/10.1007/s13313-011-0040-3
  • Cohen, E. 2001. Chitin synthesis and inhibition: a revisit. Pest Manag. Sci. 57(10), 946-950. Doi: https://doi.org/10.1002/ps.363
  • Corrales, C., C. Zuluaga, J. Cotes y E. González. 2012. Determinación de las condiciones óptimas para la liberación de zoosporas de Spongospora subterranea en bioensayos. Trop. Plant Pathol. 37(4), 239-245. Doi: https://doi.org/10.1590/S1982-56762012000400002
  • Cotes, A., A. Cárdenas y H. Pinzon. 2001. Effect of seed priming in the presence of Trichoderma koningii on seed and seedling disease induced in tomato by Rhizoctonia solani and Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici. IOBCWPRS Bull. 24, 259-263.
  • Díaz, A., P. Smith, P. Mesa, J. Zapata, D. Caviedes y A. Cotes. 2013. Control of Fusarium wilt in cape gooseberry by Trichoderma koningiopsis and PGPR. IOBC-WPRS Bull. 86, 89-94.
  • EL Hadrami, A., L. Adam, I. Hadrami y F. Daayf. 2010. Chitosan in plant protection. Mar. Drugs 8(4), 968. Doi: https://doi.org/10.3390/md8040968
  • Falloon, R., 2008. Control of powdery scab of potato: towards integrated disease management. Am. J. Potato Res. 85(4), 253-260. Doi: https://doi.org/10.1007/s12230-008-9022-6
  • Falloon, R., U. Merz, R. Butler, D. Curtin, R. Lister y S. Thomas. 2016. Root infection of potato by Spongospora subterranea: knowledge review and evidence for decreased plant productivity. Plant Pathol. 65(3), 422-434. Doi: https://doi.org/10.1111/ppa.12419
  • Ganeshan, G. y A. Kumar. 2005. Pseudomonas fluorescens, a potential bacterial antagonist to control plant diseases. J. Plant Interact. 1(3), 123-134. Doi: https://doi.org/10.1080/17429140600907043
  • Gilchrist, E., J. Soler, U. Merz y S. Reynaldi. 2011. Powdery scab effect on the potato Solanum tuberosum ssp. andigena growth and yield. Trop. Plant Pathol. 36(6), 350-355. Doi: https://doi.org/10.1590/S1982-56762011000600002
  • Goy, R., D. de Britto y O. Assis. 2009. A review of the antimicrobial activity of chitosan. Polímeros 19(3), 241-247. Doi: https://doi.org/10.1590/S0104-14282009000300013
  • Hoyos, L., S. Jaramillo y S. Orduz. 2008. Evaluation of Trichoderma asperellum as bioregulator of Spongospora subterranea f. sp. subterranea. Rev. Fac. Nac. Agr. Medellín 61(2), 4496-4502.
  • Jin, R., J. Suh, R. Park, Y. Kim, H. Krishnan y K. Kim. 2005. Effect of chitin compost and broth on biological control of Meloidogyne incognita on tomato (Lycopersicon esculentum Mill.). Nematology 7(1), 125-132. Doi: https://doi.org/10.1163/1568541054192171
  • Melia, S. e I. Aryantha. 2010. The effects of Chitosan on antifungal activity of Trichoderma harzianum Rifai against Fusarium oxysporum. pp. 6-8. En: The 2nd International Biotechnology & Biodiversity Conference. Johor Bahru, Johor, Malaysia.
  • Mesa, P., C. Moreno y A. Cotes. 2014. Efecto promotor de crecimiento vegetal y biocontrolador de Trichoderma koningiopsis sobre Rhizoctonia solani en el cultivo de arroz. Actual. Biológicas 36, 242.
  • Moreno, C., F. Castillo, A. González, D. Bernal, Y. Jaimes, M. Chaparro, C. González, F. Rodriguez, S. Restrepo y A. Cotes. 2009. Biological and molecular characterization of the response of tomato plants treated with Trichoderma koningiopsis. Physiol. Mol. Plant Pathol. 74(2), 111-120. Doi: https://doi.org/10.1016/j.pmpp.2009.10.001
  • Nakayama, T., M. Horita y T. Shimanuki. 2007. Spongospora subterranea soil contamination and its relationship to severity of powdery scab on potatoes. J. Gen. Plant Pathol. 73(4), 229-234. Doi: https://doi.org/10.1007/s10327-007-0008-x
  • Nandakumar, R., S. Babu, R. Viswanathan, T. Raguchander y R. Samiyappan. 2001. Induction of systemic resistance in rice against sheath blight disease by Pseudomonas fluorescens. Soil Biol. Biochem. 33(4), 603-612. Doi: https://doi.org/10.1016/S0038-0717(00)00202-9
  • Neuhauser, C. y J. Fargione. 2004. A mutualism-parasitism continuum model and its application to plant-mycorrhizae interactions. Ecol. Model. 177(3), 337-352. Doi: https://doi.org/10.1016/j.ecolmodel.2004.02.010
  • Nielsen, S. y J. Larsen. 2004. Two Trichoderma harzianum-based bio-control agents reduce tomato root infection with Spongospora subterranea (Wallr.) Lagerh., f. sp.subterranea, the vector of Potato mop-top virus. J. Plant Dis. Prot. 111(2), 145-150. Doi: https://doi.org/10.1007/BF03356140
  • Nunes da Silva, M., A. Cardoso, D. Ferreira, M. Brito, M. Pintado y M. Vasconcelos. 2014. Chitosan as a biocontrol agent against the pinewood nematode (Bursaphelenchus xylophilus). For. Pathol. 44(5), 420-423. Doi: https://doi.org/10.1111/efp.12136
  • Poomthongdee, N., K. Duangmal y W. Pathom-aree. 2015. Acidophilic actinomycetes from rhizosphere soil: diversity and properties beneficial to plants. J. Antibiot. 68(2), 106-114. Doi: https://doi.org/10.1038/ja.2014.117
  • Puerta, S., L. Hoyos y E. González. 2008. Factors affecting the zoospore release of Spongospora subterranean (Wallroth) Lagerheim f. sp. subterranea Tomlinson. Rev. Fac. Nac. Agr. Medellín 61(2), 4503-4510.
  • Qu, X. y B. Christ. 2006. Single cystosorus isolate production and restriction fragment length polymorphism characterization of the obligate biotroph Spongospora subterranea f. sp. subterranea. Phytopathology 96(10), 1157-1163. Doi: https://doi.org/10.1094/PHYTO-96-1157
  • Qu, X., L. Wanner y B. Christ. 2011. Multiplex real-time PCR (TaqMan) assay for the simultaneous detection and discrimination of potato powdery and common scab diseases and pathogens. J. Appl. Microbiol. 110(3), 769-777. Doi: https://doi.org/10.1111/j.1365-2672.2010.04930.x
  • Restrepo, F., S. Jaramillo y M. Cotes. 2009. Effect of two microorganisms, mycorhize and pine wood shavings on the control of powdery scab (Spongospora subterranea) in potato. Rev. Fac. Nac. Agr. Medellín 62(2), 5047-5054.
  • Rivero, D. 2008. Identificación y control in vitro con quitosana y Trichoderma spp. de hongos que causan el manchado del grano en arroz (Oryza sativa L.). Rev. Protec. Veg. 23, 67-67.
  • Ruíz, C., L. Izquierdo, C. Moreno, M. Gómez y L. Villamizar. 2013. Development, stability and biocontrol activity of a formulation based on Pseudomonas fluorescens Ps06. Int. Organ. Biol. Integated Control-WPRS Bull. 86, 25-30.
  • Sastoque, E., A. Cotes, R. Rodríguez y A. Pedroza. 2010. Effect of nutrients and fermentation conditions on the production of biosurfactants using rhizobacteria isolated from fique plants. Univ. Sci. 15(3), 251-264.Doi: https://doi.org/10.11144/javeriana.SC15-3.eona
  • Shah, F., R. Falloon, R. Butler y R. Lister. 2011. Low amounts of Spongospora subterranea sporosorus inoculum cause severe powdery scab, root galling and reduced water use in potato (Solanum tuberosum). Aust. Plant Pathol. 41(2), 219-228. Doi: https://doi.org/10.1007/s13313-011-0110-6
  • Siddiqui, I., S. Shaukat, I. Sheikh y A. Khan. 2006. Role of cyanide production by Pseudomonas fluorescens CHA0 in the suppression of root-knot nematode, Meloidogyne javanica in tomato. World J. Microbiol. Biotechnol. 22(6), 641-650. Doi: https://doi.org/10.1007/s11274-005-9084-2
  • Smith, A., C. Beltrán, M. Kusunoki, A. Cotes. K. Motohashi, T. Kondo y M. Deguchi, 2012. Diversity of soil-dwelling Trichoderma in Colombia and their potential as biocontrol agents against the phytopathogenic fungus Sclerotinia sclerotiorum (Lib.) de Bary. J. Gen. Plant Pathol. 79(1), 74-85. Doi: https://doi.org/10.1007/s10327-012-0419-1
  • Soler, J., E. Gilchrist y J. Peréz. 2012a. Evaluación de microorganismos con potencial de promoción de crecimiento vegetal y biocontrol de Spongospora subterranea. Rev. Colomb. Biotecnol. 14(1), 157-170. Doi: https://doi.org/10.15446/rev.colomb.biote
  • Soler, J., L.F. Uribe-L. y J. Peréz-N. 2012b. Differential distrubution of candidadate biocontrol bacteria against Spongospora subterranea in potato plants (Solanum tuberosum cv. Diacol Capiro). Rev. Fac. Nac. Agr. Medellín 65(1), 6337-6348.
  • Sun, S., J. Wang, L. Zhu, D. Liao, M. Gu, L. Ren, Y. Kapulnik y G. Xu. 2012. An active factor from tomato root exudates plays an important role in efficient establishment of mycorrhizal symbiosis. PLoS ONE 7(8), e43385. Doi: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0043385
  • Szczech, M. y M. Shoda. 2004. Biocontrol of Rhizoctonia damping-off of tomato by Bacillus subtilis combined with Burkholderia cepacia. J. Phytopathol. 152(10), 549-556. Doi: https://doi.org/10.1111/j.1439-0434.2004.00894.x
  • Van De Graaf, P., S. Wale y A. Lees. 2007. Factors affecting the incidence and severity of Spongospora subterranea infection and galling in potato roots. Plant Pathol. 56(6), 1005-1013. Doi: https://doi.org/10.1111/j.1365-3059.2007.01686.x
  • Vasyukova, N., S. Zinov’eva, L. Il’inskaya, E. Perekhod, G. Chalenko, N. Gerasimova, A.I. Varlamov y O. Ozeretskovskaya. 2001. Modulation of plant resistance to diseases by water-soluble chitosan. Appl. Biochem. Microbiol. 37(1), 103-109. Doi: https://doi.org/10.1023/A:1002865029994
  • Zeng, D. e Y. Shi. 2009. Preparation and application of a novel environmentally friendly organic seed coating for rice. J. Sci. Food Agric. 89(13), 2181-2185. Doi: https://doi.org/10.1002/jsfa.3700
  • Zhang, N., D. Wang, Y. Liu, S. Li, Q. Shen y R. Zhang. 2014. Effects of different plant root exudates and their organic acid components on chemotaxis, biofilm formation and colonization by beneficial rhizosphere-associated bacterial strains. Plant Soil 374(2), 689-700. Doi: https://doi.org/10.1007/s11104-013-1915-6

Descargas

Los datos de descargas todavía no están disponibles.

Artículos más leídos del mismo autor/a